Para el diagnóstico de abortos en ganado ovino y caprino, las muestras de elección son feto entero y placenta, así como hisopo vaginal (con raspado enérgico de la mucosa) y suero materno. La ausencia conjunta de placenta e hisopo vaginal dificulta el diagnóstico adecuado de Chlamydia abortus y Coxiella burnetii (Fiebre Q), mientras que la ausencia conjunta de feto y placenta impide el diagnóstico adecuado de Toxoplasma y Neospora.

La vacunación con vacuna inactivada frente a Chlamydia dificulta el diagnóstico serológico de este agente. En base a ello, es recomendable dejar siempre sin vacunar un cierto número de animales de reposición, que se utilizará como grupo control sobre el que poder realizar chequeos serológicos periódicos que permitan investigar la circulación de Chlamydia por el rebaño. La vacunación con vacuna viva induce principalmente una respuesta celular y permite, en general, la interpretación serológica.

Las muestras de elección son pulmón y tráquea. En el caso de ovino y caprino es preferible el órgano entero.

En el animal vivo se puede recoger preferiblemente lavado traqueobronquial, y en su defecto, flujo nasal en tubo estéril o hisopo nasal, previa desinfección de la zona interna de los ollares.

En caso de sospecha de Maedi-Visna o Artritis Encefalitis Caprina (CAEV), es recomendable el envío de suero.

Las muestras deben llegar refrigeradas al laboratorio y convenientemente envasadas. Los órganos frescos deben ser envueltos en papel absorbente y dentro de bolsas herméticas. El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

Para un análisis coprológico cuantitativo se necesita una cantidad aproximada por análisis de 5 gramos de heces, recogidas directamente del recto. Una única muestra individual tiene escaso valor, siendo aconsejable muestrear una proporción representativa de animales, tanto sanos como enfermos. Para chequeos parasitológicos a nivel de rebaño se pueden mezclar heces de varios animales, por ejemplo 10 por lote (adultos, jóvenes, enfermos, sanos, etc.).

No se recomienda el envío de hisopos rectales, ya que no permiten realizar análisis parasitológicos, virológicos, recuento de enteropatógenos, etc.

En caso de sospecha de Paratuberculosis se recomienda el envío conjunto de heces y suero. En caso de disponer de un cadáver, la válvula ileocecal es el fragmento intestinal de elección.

En caso de diarreas neonatales que cursen con mortalidad, se recomienda el envío de un cadáver completo. En caso de realizar necropsia, se pueden enviar varios fragmentos ligados de intestino (prioritariamente yeyuno e íleon) y las vísceras principales, especialmente si en ellas se observan lesiones macroscópicas. Es importante que los animales analizados no hayan sido tratados con antibióticos en los días anteriores a la recogida de las muestras. Si han recibido tratamientos, se debe especificar principio activo, pauta de aplicación y fecha del último tratamiento.

Las muestras deben llegar refrigeradas al laboratorio y convenientemente envasadas. Los órganos frescos deben ser envueltos en papel absorbente y dentro de bolsas herméticas. El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

En general, se debe extraer líquido articular mediante jeringa previa desinfección estricta del área de punción y trasvasar el contenido a un tubo estéril y preferiblemente de rosca. En caso de fallecimiento o sacrificio de un animal puede enviarse también la articulación completa.

El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

Dada la fragilidad del encéfalo y la rapidez de su deterioro, se recomienda el envío de la cabeza entera para su extracción en el laboratorio.

Si se opta por la apertura del encéfalo, se recomienda enviar una muestra fijada en formol y otra en fresco en envase estéril. Cada una de ellas debe contener fragmentos de corteza cerebral, cerebelo, tronco, bulbo raquídeo e inicio de la médula espinal, de ambos hemisferios.

El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

Se recomienda frotar la conjuntiva del ojo afectado con una torunda de algodón estéril con medio de transporte (amies, stuart o similar).

Se recomienda realizar un raspado intenso del borde activo de la lesión, recogiendo pelo y restos de descamación en un envase estéril, y evitando áreas costrosas, de lesión muy cronificada o con mucha suciedad.

En caso de dermatitis exudativa se puede recoger también una torunda de algodón estéril con medio de transporte (amies, stuart o similar).

Para un examen histológico se debe extraer con bisturí un fragmento de tejido (biopsia).

Se recomienda utilizar guantes desechables para evitar contaminaciones cruzadas o una infección zoonósica.

Se pueden enviar cadáveres enteros siempre que éstos no superen los 10 Kg de peso. Para cadáveres de mayor peso o elevado tamaño, se debe realizar la necropsia en el campo y enviar los órganos afectados o sospechosos. En caso de procesos nerviosos, se recomienda el envío de la cabeza entera para la extracción del encéfalo en el laboratorio.

El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

1. Análisis biopatológicos

Para la realización de exámenes hematológicos y de hemoparásitos es esencial la toma de muestras de sangre entera, siendo el EDTA el anticoagulante de elección. El tubo debe voltearse suavemente para que el anticoagulante se distribuya eficazmente y no se produzcan coágulos.

Por el contrario, la gran mayoría de análisis bioquímicos de rutina se realizan sobre muestras de suero sanguíneo, por lo que la muestra debe recogerse en tubos sin anticoagulantes, ya que éstos interfieren en diversas determinaciones (el EDTA en especial invalida los resultados bioquímicos). Debe evitarse la aparición de hemólisis, manteniendo las muestras en reposo hasta la completa retracción del coágulo, retirando éste preferiblemente del tubo y evitando cambios bruscos de temperatura hasta su llegada al laboratorio.

Como excepción, algunas determinaciones bioquímicas se realizan sobre sangre entera: Glutation Peroxidasa (estimador de Selenio) que requiere sangre con heparina, y Glucosa, que requiere un anticoagulante especial, el Ox-F.

Para correlacionar adecuadamente los resultados biopatológicos con un proceso clínico concreto, es aconsejable el envío de muestras tanto de animales enfermos como de sanos.

2. Perfiles metabólicos

La finalidad de los perfiles metabólicos es evaluar la respuesta a las dietas suministradas (energía, proteínas, minerales macro y micro) y a las estrategias de suplementación, e identificar las limitaciones existentes / cambiantes de la producción con rapidez. Los perfiles metabólicos son más rápidos y específicos que otros datos (producción de leche, estado de carnes, fertilidad, etc.) para evaluar una dieta. Además, se utilizan para valorar la influencia de la alimentación en ciertos procesos patológicos, como cetosis, mamitis, infertilidad, etc.

Las recomendaciones generales para un muestreo adecuado son las siguientes:

• Selección adecuada de los animales a muestrear: cada grupo debe ser de 5 animales como mínimo; todos ellos deben ser representativos del grupo (con objeto de abaratar los costes de los análisis es posible mezclar los sueros de cada grupo):
  • Post-parto: entre 1 y 7 días post-parto.
  • Pico de lactación: 20-40 días post-parto.
  • Mitad de lactación: > 100 días de lactación y en equilibrio energético (sin pérdida o ganancia de peso).
  • Animales en primera mitad del secado: 1-2 meses antes del parto.
  • Animales en preparto (secas): en última semana de gestación.
  • Grupos especiales: novillas en 1ª lactación, etc.
• Para valorar el efecto de un cambio de alimentación, se realizará el perfil como mínimo dos semanas después del cambio de dieta (cuando cambia sólo la cantidad, no es necesario tanto tiempo).
• Evitar animales enfermos o en un estado que difiera de la normalidad del rebaño.
• Dentro de cada lote, muestrear animales de edades aproximadas y que ésta se ajuste a la media de edad del rebaño.
• Recoger las muestras a la misma hora del día. En caso de que no tengan alimentación a libre disposición, coger las muestras transcurrido el máximo tiempo posible desde la última administración (óptimo: 8-10 horas).
• Evitar en lo posible el estrés de los animales durante los sangrados.
• En caso de que se desee realizar un análisis de Selenio, se debe recoger tanto suero (para el resto de pruebas) como sangre con heparina de cada animal (no utilizar otro anticoagulante). En las muestras de suero, se aconseja retirar el coágulo antes del envío al laboratorio, de cara a evitar fenómenos de hemólisis.