1. Limitaciones de la serología

Las principales limitaciones que tienen los análisis serológicos son:

• Tras el contacto del animal con el agente infeccioso, la presencia de anticuerpos no implica necesariamente la existencia de infección, sino que puede responder a diferentes situaciones: infección presente y activa; infección antigua y superada; infección latente.
• Presencia de anticuerpos como consecuencia de vacunaciones anteriores.
• Presencia de anticuerpos de origen calostral y por tanto de procedencia materna.

Por ello, los animales abortados no son necesariamente los más interesantes para realizar un análisis serológico, o al menos no sólo ellos, sino que puede haber otros (jóvenes, no vacunados, etc.) que ofrezcan mejor información sobre los microorganismos que pueden estar implicados en los abortos o en otras patologías reproductivas del rebaño. Además, el número de animales analizados debe ser el suficiente como para representar con fiabilidad a todo el rebaño. En general, 10 animales (o un 10% en rebaños de más de 100 cabezas) podría ser una cifra orientativa adecuada.

2. Perfiles serológicos

Se pueden definir como análisis serológicos más o menos sistemáticos de un número representativo de animales seleccionados con criterios diversos y previamente definidos. Siempre y cuando se tengan en cuenta las limitaciones ya comentadas de la serología y la interpretación variable que puede tener un resultado, la realización de perfiles puede ser de gran utilidad para el diagnóstico de patologías reproductivas en el rebaño. De esta manera, el análisis de abortos pasaría a un segundo plano y serviría principalmente para confirmar la implicación en ellos de las patologías ya diagnosticadas, así como para descartar o confirmar otras posibles etiologías no chequeadas serológicamente, principalmente de tipo bacteriano.

La elección de los animales a muestrear puede hacerse en base a diferentes criterios, que pueden buscar asimismo distintos objetivos o conclusiones. Algunos de estos criterios se exponen a continuación:

• En general, deben muestrearse animales no vacunados, salvo cuando se usan vacunas cuya respuesta inmune puede ser diferenciada a nivel analítico de la generada por el microorganismo “de campo”.
• Chequear tanto animales sanos como enfermos o problemáticos puede servir para observar diferencias significativas de prevalencia entre ambos grupos que permitan sospechar la implicación del agente.
• El estudio de la prevalencia distribuida por edades da idea de la evolución que ha seguido la enfermedad a lo largo de los años. Por otro lado, hay que tener en cuenta que los animales jóvenes seropositivos que ya han perdido sus anticuerpos calostrales indican infección reciente. Estos animales son por lo general los que más información pueden aportar.
• Distribución de prevalencia por líneas familiares del rebaño.
• Distribución de prevalencia por origen de los animales (recría / compra).
• El chequeo serológico de los animales de nueva compra debe ser una práctica sistemática a asumir en la explotación.

3. Abortos

Para el diagnóstico de abortos en ganado vacuno, las muestras de elección son:

• Muestras de origen materno:
  • Suero y sangre con anticoagulante (junto con un muestreo serológico más amplio que incluya animales abortados y animales jóvenes no
    vacunados).
  • Hisopo vaginal, con raspado enérgico de la mucosa vaginal (de varias madres recién abortadas).
• Muestras de aborto
  • Feto entero: muestra de elección y fundamental para el diagnóstico de algunas de las causas más frecuentes de aborto como BVD o
    Neospora.
  • Placenta; en su defecto, hisopo vaginal de la madre.
  • En caso de que se realice una necropsia del feto, se deben enviar las siguientes muestras: cabeza entera; contenido abomasal en frasco
    estéril; líquido fetal (exudado torácico/abdominal o sangre fetal); corazón; bazo; pulmón; hígado; riñón.

También es importante aportar el historial clínico y de manejo de la explotación:

• Presentación: incidencia, edad gestacional media, etc.
• Otras patologías reproductivas: infertilidad, reabsorciones embrionarias, etc.
• Información sobre los animales abortados: edades, antecedentes, parentesco, patologías coincidentes con la muerte fetal, etc.
• Información sobre el rebaño: alimentación, pastoreo, tipo de estabulación, tipo de inseminación, vacunaciones, entradas de animales, etc.

4. Envío de muestras

Las muestras deben llegar refrigeradas al laboratorio y convenientemente envasadas:

• Órganos frescos: envueltos en papel absorbente y dentro de bolsas herméticas.
• La placenta y el feto entero lo más limpios posibles.
• Introducir el conjunto en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

Las muestras de elección son pulmón y tráquea. En el caso del vacuno se puede enviar el órgano entero o bien fragmentos de áreas afectadas, describiendo las lesiones macroscópicas observadas en la necropsia y su localización.

En el animal vivo se puede recoger preferiblemente lavado traqueobronquial, y en su defecto, flujo nasal en tubo estéril o hisopo nasal, previa desinfección de la zona interna de los ollares.

En caso de sospecha de virosis, es recomendable el envío de suero de animales no vacunados o vacunados con vacunas marcadas.

Las muestras deben llegar refrigeradas al laboratorio y convenientemente envasadas. Los órganos frescos deben ser envueltos en papel absorbente y dentro de bolsas herméticas. El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

Para un análisis coprológico cuantitativo se necesita una cantidad aproximada por análisis de 5 gramos de heces, recogidas directamente del recto. Una única muestra individual tiene escaso valor, siendo aconsejable muestrear una proporción representativa de animales, tanto sanos como enfermos. Para chequeos parasitológicos a nivel de rebaño se pueden mezclar heces de varios animales, por ejemplo 10 por lote (adultos, jóvenes, enfermos, sanos, etc.).

No se recomienda el envío de hisopos rectales, ya que no permiten realizar análisis parasitológicos, virológicos, recuento de enteropatógenos, etc.

En caso de sospecha de Paratuberculosis se recomienda el envío conjunto de heces y suero. En caso de disponer de un cadáver, la válvula ileocecal es el fragmento intestinal de elección.

En caso de diarreas neonatales que cursen con mortalidad, se recomienda el envío de un cadáver completo. En caso de realizar necropsia, se pueden enviar varios fragmentos ligados de intestino (prioritariamente yeyuno e íleon) y las vísceras principales, especialmente si en ellas se observan lesiones macroscópicas. Es importante que los animales analizados no hayan sido tratados con antibióticos en los días anteriores a la recogida de las muestras. Si han recibido tratamientos, se debe especificar principio activo, pauta de aplicación y fecha del último tratamiento.

Las muestras deben llegar refrigeradas al laboratorio y convenientemente envasadas. Los órganos frescos deben ser envueltos en papel absorbente y dentro de bolsas herméticas. El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

En general, se debe extraer líquido articular mediante jeringa previa desinfección estricta del área de punción y trasvasar el contenido a un tubo estéril y preferiblemente de rosca. En caso de fallecimiento o sacrificio de un animal puede enviarse también la articulación completa.

El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

Dada la fragilidad del encéfalo y la rapidez de su deterioro, se recomienda el envío de la cabeza entera para su extracción en el laboratorio.

Si se opta por la apertura del encéfalo, se recomienda enviar una muestra fijada en formol y otra en fresco en envase estéril. Cada una de ellas debe contener fragmentos de corteza cerebral, cerebelo, tronco, bulbo raquídeo e inicio de la médula espinal, de ambos hemisferios.

El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

Se recomienda frotar la conjuntiva del ojo afectado con una torunda de algodón estéril con medio de transporte (amies, stuart o similar).

Se recomienda realizar un raspado intenso del borde activo de la lesión, recogiendo pelo y restos de descamación en un envase estéril, y evitando áreas costrosas, de lesión muy cronificada o con mucha suciedad.

En caso de dermatitis exudativa se puede recoger también una torunda de algodón estéril con medio de transporte (amies, stuart o similar).

Para un examen histológico se debe extraer con bisturí un fragmento de tejido (biopsia).

Se recomienda utilizar guantes desechables para evitar contaminaciones cruzadas o una infección zoonósica.

Se pueden enviar cadáveres enteros siempre que éstos no superen los 10 Kg de peso. Para cadáveres de mayor peso o elevado tamaño, se debe realizar la necropsia en el campo y enviar los órganos afectados o sospechosos. En caso de procesos nerviosos, se recomienda el envío de la cabeza entera para la extracción del encéfalo en el laboratorio.

El conjunto debe ser introducido en una caja hermética que no permita el escape de fluidos junto con varios acumuladores de hielo.

1. Análisis biopatológicos

Para la realización de exámenes hematológicos y de hemoparásitos es esencial la toma de muestras de sangre entera, siendo el EDTA el anticoagulante de elección. El tubo debe voltearse suavemente para que el anticoagulante se distribuya eficazmente y no se produzcan coágulos.

Por el contrario, la gran mayoría de análisis bioquímicos de rutina se realizan sobre muestras de suero sanguíneo, por lo que la muestra debe recogerse en tubos sin anticoagulantes, ya que éstos interfieren en diversas determinaciones (el EDTA en especial invalida los resultados bioquímicos). Debe evitarse la aparición de hemólisis, manteniendo las muestras en reposo hasta la completa retracción del coágulo, retirando éste preferiblemente del tubo y evitando cambios bruscos de temperatura hasta su llegada al laboratorio.

Como excepción, algunas determinaciones bioquímicas se realizan sobre sangre entera: Glutation Peroxidasa (estimador de Selenio) que requiere sangre con heparina, y Glucosa, que requiere un anticoagulante especial, el Ox-F.

Para correlacionar adecuadamente los resultados biopatológicos con un proceso clínico concreto, es aconsejable el envío de muestras tanto de animales enfermos como de sanos.

2. Perfiles metabólicos

La finalidad de los perfiles metabólicos es evaluar la respuesta a las dietas suministradas (energía, proteínas, minerales macro y micro) y a las estrategias de suplementación, e identificar las limitaciones existentes / cambiantes de la producción con rapidez. Los perfiles metabólicos son más rápidos y específicos que otros datos (producción de leche, estado de carnes, fertilidad, etc.) para evaluar una dieta. Además, se utilizan para valorar la influencia de la alimentación en ciertos procesos patológicos, como cetosis, mamitis, infertilidad, etc.

Las recomendaciones generales para un muestreo adecuado son las siguientes:

• Selección adecuada de los animales a muestrear: cada grupo debe ser de 5 animales como mínimo; todos ellos deben ser representativos del grupo (con objeto de abaratar los costes de los análisis es posible mezclar los sueros de cada grupo):
  • Post-parto: entre 1 y 7 días post-parto.
  • Pico de lactación: 20-40 días post-parto.
  • Mitad de lactación: > 100 días de lactación y en equilibrio energético (sin pérdida o ganancia de peso).
  • Animales en primera mitad del secado: 1-2 meses antes del parto.
  • Animales en preparto (secas): en última semana de gestación.
  • Grupos especiales: novillas en 1ª lactación, etc.
• Para valorar el efecto de un cambio de alimentación, se realizará el perfil como mínimo dos semanas después del cambio de dieta (cuando cambia sólo la cantidad, no es necesario tanto tiempo).
• Evitar animales enfermos o en un estado que difiera de la normalidad del rebaño.
• Dentro de cada lote, muestrear animales de edades aproximadas y que ésta se ajuste a la media de edad del rebaño.
• Recoger las muestras a la misma hora del día. En caso de que no tengan alimentación a libre disposición, coger las muestras transcurrido el máximo tiempo posible desde la última administración (óptimo: 8-10 horas).
• Evitar en lo posible el estrés de los animales durante los sangrados.
• En caso de que se desee realizar un análisis de Selenio, se debe recoger tanto suero (para el resto de pruebas) como sangre con heparina de cada animal (no utilizar otro anticoagulante). En las muestras de suero, se aconseja retirar el coágulo antes del envío al laboratorio, de cara a evitar fenómenos de hemólisis.